Gereç ve Yöntem: Steril eküvyonlu çubuklarla 118 hastane çalışanının her iki burun mukozalarından alınan sürüntü kültürleri %5 koyun kanlı agara ekilerek 35ºC'de 24 saat inkübe edildi. Koloni morfolojisi ve Gram boyama ile stafilokok olarak tanımlanan suşlar için koagülaz testi yapıldı. Metisilin direnci (oksasilin direnci) NCCLS önerilerine göre disk difüzyon yöntemi ile belirlendi. Slime oluşumu Kongo Red Agar plak yöntemiyle araştırıldı.

Bulgular: İzole edilen suşların 37'si (%31,4) S. aureus ve bunların %35.1'i metisiline dirençli iken KNS suşlarında metisilin direnci %59.3 idi (p=0.015). S. aureus suşlarında slime pozitiflik oranı %73, KNS suşlarında %65.4 idi (p=0.4). Cerrahi kliniklerde çalışmanın MRSA taşıyıcılığı için bir risk faktörü olduğu saptandı (%23.1’e karşı %76.9, r= 0.48, %95 güvenilirlik aralığı: 0.196–0.768, p=0.002).

Sonuç: Metisiline dirençli stafilokoklarda slime oluşturma potansiyeli oldukça yüksek oranda saptandı. Slime oluşturan suşlarda metisilin direncinde artış gözlenmedi ancak MRSA taşıyıcılık oranının oldukça yüksek düzeyde olduğu göz önüne alınırsa hastane infeksiyonlarının kontrolü için yapılan eğitimlerin sürekliliğine ve MRSA eradikasyonu için uygulanabilir ve kalıcı çözümlere ihtiyaç vardır. ©2005, Fırat Üniversitesi, Tıp Fakültesi

Çoğul dirençli (metisiline dirençli) S. aureus ve S. epidermidis genellikle hastanede yatan hastaların ve hastane personelinin deri ve burun mukozasında kolonize olurlar ve nozokomiyal infeksiyonlar için birer rezervuar görevi görürler. Ayrıca antibiyotik direnç genlerinin diğer stafilokok ve bakterilere transferinde rol alırlar ^4-6.

Stafilokoklar yabancı materyallere yapışıp tedavisi güç infeksiyonlara yol açmaktadırlar ⁷. Slime maddesi; bakteriyi fagositoz ve degranülasyondan korur, kemotaksis ve opsonositofagositozu önler, nötrofillerin etkisini önler ve lenfosit aktivitesini azaltır. Slime oluşumunun antibiyotiklerin etkisini önleyici bir fonksiyonu olduğu bildirilmektedir ^8,9.

Bu çalışmada, hastane çalışanlarının burunlarından izole edilen S. aureus ve KNS suşlarında metisilin direnci ve slime oluşumunun saptanması ile slime pozitifliğinin metisilin direncine etkisinin olup olmadığının araştırılması amaçlandı.

Mikroorganizmaların slime oluşturma özellikleri Kongo kırmızılı agar yöntemi kullanılarak araştırıldı. Kongo kırmızılı besi yeri litrede 10 g agar, 50 g sukroz, 37 g beyinkalp infüzyon buyyonu ve 0.8 g Kongo kırmızısı içerecek şekilde hazırlandı. Bu besiyerlerine tek koloni düşecek şekilde yapılan ekimler 37ºC’de bir gece inkübe edildi, koyu kırmızısiyah koloni oluşturan kökenler slime pozitif, pembe koloni oluşturanlar ise slime negatif olarak değerlendirildi ¹⁰.

Metisilin (oksasilin) direnci NCCLS önerilerine göre disk diffüzyon yöntemi kullanılarak saptandı ¹¹. İzole edilen suşların 0.5 Mc Farland bulanıklık standardına uygun olarak (108 bakteri/mL) steril serum fizyolojik içinde çözeltileri hazırlandı. Bu çözeltiler %4 NaCl içeren Mueller-Hinton (Oxoid) besiyerlerine ekildi. 1 µg oksasilin (Oxoid) diski konularak 35ºC’de 24 saat inkübe edildi. 11 mm’nin altında zon çapı saptanan suşlar dirençli olarak kabul edildi. Kontrol suşu olarak S. aureus ATCC 25923 ve S. epidermidis ATCC 35984 (American Type Culture Collection, Rockville, Md.) kökenleri kullanıldı.

İstatistiksel analiz için ki kare testi ile lineer regresyon analizi kullanıldı.

Doktorlardan izole edilen stafilokokların %76.4’ü, hemşirelerden izole edilen suşların %26.3’ü, hastabakıcılardan izole edilen suşların %78.1’i, teknisyenlerden izole edilen suşların ise %66.7’si slime pozitifti.

İzole edilen suşların 37’si (%31.4) S. aureus idi ve bunlarında 13’ü (%35.1) metisiline dirençli idi. Bu beş suşun 4’ü (%30.8) doktorlardan 4’ü (%30.8) hemşirelerden, 5’i (%38.5) hastabakıcılardan izole edildi. KNS suşlarının 48/81’i (%59.3) metisiline dirençli iken S. aureus suşlarının 13/37’ü (%35.1) metisiline dirençli idi (p=0.1). İzole edilen 37 S. aureus suşunun 27’sinde (%73), 81 KNS suşunun 53’ünde (%65.4) slime oluşumu pozitifti ancak iki suşun slime oluşturma oranı arasında anlamlı farklılık yoktu (p=0.4). Slime oluşturan S. aureus suşlarının 7/27’si (%25.9) metisiline dirençli iken, slime oluşturan KNS’lerin %54.7’si (29/53) metisinle dirençli olarak saptandı. Slime pozitif KNS’lerde gözlenen metisilin direnci (%60.4) slime negatif KNS’lerden (%53.8) farklı değildi (p=0.3). Slime pozitif 80 stafilokok suşunun 44’ü (%55) metisiline duyarlı, 36’sı (%45) dirençli iken slime negatif 38 suşun 25’i (%65.8) metisiline dirençli, 13’ü (%34.2) duyarlı idi. (Tablo 2). Sime oluşturan KNS’ların 29/53’u (%54.7) metisiline dirençli iken, 24’ü (%45.3) duyarlı idi (p=0.9). Slime pozitif 27 S. aureus’un ise 20’si (%74.1) metisiline duyarlı, 7’si (%25.9) dirençli idi (Tablo 1).

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 1: Slime oluşturan ve oluşturmayan stafilokok türlerinde metisilin duyarlılık durumu

KNS ve S. aureus suşlarında slime oluşumunun metisilin direncinde artışa yol açmadığı gözlendi (KNS için: r= 0.127, p=0.26, S. aureus için: r= 0.317, p=0.056).

KNS suşlarında slime yapımı gerçek bir patojenlik kriteri olarak kabul edilmektedir. Bir çalışmada slime faktör sıklığı ile infeksiyon oluşturma potansiyeli arasında bir ilişki olduğu saptanmıştır ¹⁶. Yine cerrahi yoğun bakım ünitelerindeki 190 tıbbi personelin burun boşluklarında saptanan S. epidermidis kökenlerinin %72.2’sinde slime üretimi gözlenmiştir ¹⁷. Yapılan diğer çalışmalar metisilin direncinin slime faktör yapan suşlarda daha fazla olduğunu göstermiştir ^18-20. Amerona ve ark ²¹ S. aureus suşları ile yaptığı bir çalışmada biyofilm varlığının antibiyotiklerin etkinliğini azalttığını yazmışlardır. Ammendolia ve ark. ²² slime üreten S. aureus suşlarının prostetik materyal infeksiyonlarından daha fazla sorumlu olduğunu bildirmişlerdir.

Bu çalışmada S. aureus suşlarında slime pozitiflik oranı %73.3, KNS suşlarında %65.4 idi. Dahili ve cerrahi kliniklerde çalışma ile MRSA taşıyıcılığı ve burun KNS kolonizasyonu ile MRSA pozitif ve metisiline dirençli KNS suşlarında slime pozitifliği açısından farklılık saptanmadı. Slime pozitifliğinin hem S. aureus ve hem de KNS suşlarında metisilin direncinde artışa yol açmadığı gözlendi. Tüm slime pozitif suşların %45’i metisiline dirençli idi ve metisilin direnci slime negatif suşlardan farklı değildi.

Burun MRSA taşıyıcılık oranını Eveillard ve ark. ²³ Kuveyt’te %6.2, Cespedes ve ark. ²⁴ Amerika Birleşik Devletlerinde %19.7, Scudeller ve ark. ²⁵ İtalya’da %1.12, Cesur ve Çokca ²⁶ ise Ankara’da %6 olarak bildirmişlerdir. Bu çalışmada ise burun MRSA taşıyıcılık oranı %35.1 olarak saptandı. Cerrahi alan, kan dolaşımı ve kateter infeksiyonları başta olmak üzere hastane infeksiyonlarında önemli bir etken olan MRSA için burun taşıyıcılığının önemli bir risk faktörü olduğu göz önünde tutulursa çalışmamızdaki oran diğerlerinden oldukça yüksektir.

Sonuç olarak hastane personelinin burunlarından izole edilen stafilokok suşlarında slime pozitifliğinin oldukça yüksek olduğu ancak bunun metisilin direncinde artışa yansımadığı saptandı. Ancak, MRSA taşıyıcılığı ve burun KNS kolonizasyonu oldukça yüksek oranlarda saptandı. Bu türlerin kan akımı ve prostetik materyal infeksiyonlarından sorumlu olduğu dikkate alınırsa sağlık çalışanlarının infeksiyon kontrol önlemlerine uyumda son derecede titiz davranmaları ve burun MRSA taşıyıcılığı için kontrol önlemlerinin arttırılmasına ve MRSA eradikasyonu için uygulanabilir ve kalıcı çözümlere ihtiyaç vardır.

1) Fluit AC, Schmitz FJ, European SENTRY Participant Group and J. Verhoef. Frequency of isolation of pathogens from bloodstream, nosocomial pneumonia, skin and soft tissue, and urinary tract infections occurring in European patients. Eur J Clin Microbio Infec Dis 200;20:188–191.

2) von Eiff C, Becker C, Machka K, Stammer H, Peters G. Nasal carriage as a source of Staphylococcus aureus bacteremia. N Engl J Med 2001; 344:11–16.

3) Domenico P, Baldassari L, Schoch PE, et al. Activities of bismuth thiols against Staphlococci and Staphlococcal biofilms. Antimicrob Agents Chemother 2001;45:1417-1421.

4) Archer GL, Climo MW. Antimicrobial susceptibility of coagulase-negative staphylococci. Antimicrob Agents Chemother 199438:2231–2237.

5) Kluytmans J, Belkum A, Verbrugh H. Nasal carriage of Staphylococcus aureus: epidemiology, underlying mechanisms, and associated risks. Clin Microbiol Rev 1997;10: 505-520.

6) Shuter J, Hatcher VB, Lowy FD. 1996. Staphylococcus aureus binding to human nasal mucin. Infect Immun 64:310-318.

7) Arciola CR, Campoccia D, Gamberini S, Donati ME, Montanaro L. Presence of fibrinogen-binding adhesin gene in Staphylococcus epidermidis isolates from central venous catheters-associated and orthopaedic implant-associated infections. Biomaterials 2004;25:4825-9.

8) Costerton JW, Stewart PS. Greenberg, E.P. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science 1999; 284: 1318- 22.

9) Boussard P, Pithsy A, Devleeschuwer MY. Relationship between slime production, antibiotic sensitivity and the phagetype of coagulase-negative staphylococci. J Clin Pharm Ther 1993: 18:271.

10) Domingue G, Ellis B, Dasgupta M, Costerton JW. Testing antimicrobial susceptibilities of adherent bacteria by a method that incorporates guidelines of the National Committee for Clinical Laboratory Standards. J Clin Microbiol 1994;32, 2564–8

11) Brandt CM, Rouse MS, Tallan BM, Laue NW, Wilson WR, Steckelberg JM. Effective treatment or cephalosporin- rifampicin combinations against cryptic methicillin-resistant ß-lactamaseproducing coagulase-negative staphylococcal experimental endocarditis. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39, 1815–19.

12) Dunne WM, Mason EO, Kaplan SL. Diffusion of rifampicin and vancomycin through a Staphylococcus epidermidis biofilm. Antimicrob Agents Chemother 1993; 37, 2522–6.

13) Diaz-Mitoma F, Harding GKM, Hoban DJ, Roberts RS, Low DE. Clinical significance of a test for slime production in ventriculoperitoneal shunt infections caused by coagulasenegative staphylococci. J Infect Dis 1987;156:555-560.

14) Freeman DJ, Falkiner FR. Coagulase-negative staphylococci and continuous peritoneal ambulatory dialysis. Rev Med Microbiol 1991: 2:98-104.

15) Kristinsson KG, Spencer RC, Brown CB. Clinical importance of production of slime by coagulase-negative staphylococci in chronic ambulatory peritoneal dialysis. J Clin Pathol 1986;39:117.

16) Nourizadeh E, Sultan N. Koagülaz-negatif stafilokoklarda slaym (slime) faktör yapımının çeşitli yöntemlerle gösterilmesi. İnfeksiyon Derg 1993;7:31.

17) Bal Ç, Aydın MD, Ang Ö. Tıp personelinde stafilokok kolonizasyonu. İnfeksiyon Derg 1997;11:237.

18) Baussard P, Pithsy A, Devleeschovwer M J. Relationship between slime production, antibiotic sensitivity and the phagotype of coagulase-negative staphylococci. J Clin Pharm Ther 1993;18:271.

19) Chisena S, Marconato R, Cantoni G, Zappa M, Inzaghi A, Pasargiklian I, Mas Ranzi ML, Longo T. Importance of Staphylococcus epidermidis in the bacterial colonization of abdominal drains in surgical patients. Minerva Chir 1991;46:269.

20) Elçi S, Gül K, Öğel F, Suay A, Mete Ö. Koagülaz negatif stafilokoklarda slime oluşumunun ve antibiyotik direncinin saptanması. İnfeksiyon Derg 1996;10:203.

21) Amorena B, Gracia E, Monzon M, Leiva J, Oteiza C, Perez M, Alabart JL, Hernandez-Yago J.Antibiotic susceptibility assay for Staphylococcus aureus in biofilms developed in vitro. J Antimicrob Chemother 1999;44:43-55.

22) Ammendolia MG, ROSA rd, Montanaro L. Arciola CR, Baldassari L. Slime production and expression of the slimeassociated antigen by staphylococcal antigens. J Clin Microbiol 1999;37:3235-3238.

23) Eveillard M, Martin Y, Hidri N, Boussougant Y, Joly-Guillou ML. Carriage of methicillin-resistant Staphylococcus aureus among hospital employees: prevalence, duration, and transmission to households. Infect Control Hosp Epidemiol 2004; 25: 114–20.

24) Cespedes C, Miller M, Quagliarello B, Vavagiakis P, Klein RS, Lowy FD. Differences between Staphylococcus aureus isolates from medical and nonmedical hospital personnel. J Clin Microbiol 2002;40: 2594–7.

25) Scudeller L, Leoncini O, Boni S, Navarra A, Rezzani A, Verdirosi S, Maserati R. MRSA carriage: the relationship between community and healthcare setting. A study in an Italian hospital. J Hosp Infect 2000; 46: 222–9.

26) Cesur S, Cokca F. Nasal carriage of methicillin-resistant Staphylococcus aureus among hospital staff and outpatients. Infect Control Hosp Epidemiol 2004; 25:169–71.